Find research datasets worth reusing

opencc-by-4.0Jan 2022View details →

РИС. 8. Примеры проблем с иЗображением при работе на СЭМ. А, В. Засветка раЗличных частей раковин глохидиев (А. Anodonta anatina (=Colletopterum), оЗ. Красное, ХакасиЯ. В. Inversiunio reinianus, оЗ. Бива, о-в Хонсю, ЯпониЯ). C. РаЗнаЯ скорость сканированиЯ (слева – очень быстраЯ, справа – медленнаЯ) наружной поверхности глохидиЯ (Anodonta cygnea, р. Ялма, МосковскаЯ обл.). D. Артефакты в виде гориЗонтальных полос вследствие накоплениЯ отрицательного ЗарЯда при недостаточном напылении внутренней поверхности глохидиЯ (Nodularia douglasiae, ПетровскаЯ протока, бассейн р. Амур, Хабаровский кр.). МасШтаб 50 мкм (А, В), 2 мкм (С), 5 мкм (D). Микроскопы Zeiss EVO 40 (А, С, D), Zeiss MERLIN (В), напыление углеродом (А, С), хромом (В, D). FIG. 8. Illustration of different problems with SEM images. A, B. Overall illumination of some glochidia shells parts (A. Anodonta anatina (= Colletopterum), Krasnoe Lake, Khakassia. B. Inversiunio reinianus, Biwa Lake, Honshu Island, Japan). C. Different scanning speed (faster on the left and slower on the right) of the exterior glochidia valve (Anodonta cygnea, Yalma River, Moscow Oblast). D. Artifacts as horizontal stripes because of additional accumulation of a negative charge due to insufficient coating of the interior glochidia valve (Nodularia douglasiae, Petrovskaya channel, Amur River basin, Khabarovsk Krai). Scale bars 50 μm (A, B), 2 μm (C), 5 μm (D). Zeiss EVO 40 (A, C, D) and Zeiss MERLIN (B) microscopes, sputter coating with carbon (A, C) and chromium (B, D). in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе

РИС. 8. Примеры проблем с иЗображением при работе на СЭМ. А, В. Засветка раЗличных частей раковин глохидиев (А. Anodonta anatina (=Colletopterum), оЗ. Красное, ХакасиЯ. В. Inversiunio reinianus, оЗ. Бива, о-в Хонсю, ЯпониЯ). C. РаЗнаЯ скорость сканированиЯ (слева – очень быстраЯ, справа – медленнаЯ) наружной поверхности глохидиЯ (Anodonta cygnea, р. Ялма, МосковскаЯ обл.). D. Артефакты в виде гориЗонтальных полос вследствие накоплениЯ отрицательного ЗарЯда при недостаточном напылении внутренней поверхности глохидиЯ (Nodularia douglasiae, ПетровскаЯ протока, бассейн р. Амур, Хабаровский кр.). МасШтаб 50 мкм (А, В), 2 мкм (С), 5 мкм (D). Микроскопы Zeiss EVO 40 (А, С, D), Zeiss MERLIN (В), напыление углеродом (А, С), хромом (В, D). FIG. 8. Illustration of different problems with SEM images. A, B. Overall illumination of some glochidia shells parts (A. Anodonta anatina (= Colletopterum), Krasnoe Lake, Khakassia. B. Inversiunio reinianus, Biwa Lake, Honshu Island, Japan). C. Different scanning speed (faster on the left and slower on the right) of the exterior glochidia valve (Anodonta cygnea, Yalma River, Moscow Oblast). D. Artifacts as horizontal stripes because of additional accumulation of a negative charge due to insufficient coating of the interior glochidia valve (Nodularia douglasiae, Petrovskaya channel, Amur River basin, Khabarovsk Krai). Scale bars 50 μm (A, B), 2 μm (C), 5 μm (D). Zeiss EVO 40 (A, C, D) and Zeiss MERLIN (B) microscopes, sputter coating with carbon (A, C) and chromium (B, D).

opencc-by-4.0Jan 2022View details →

РИС. 5. ЗагрЯЗнение готовых обраЗцов длЯ СЭМ при длительном хранении в негерметичных условиЯх (A–C) либо при хранении проШедШих процедуру мацерированиЯ беЗ последуюЩего обеЗЗараживаниЯ (D, E). A–С. Бактерии на поверхности глохидиев (Nodularia douglasiae, р. ИлистаЯ, бассейн оЗ. Ханка, Приморский кр.). А. ВнеШний вид глохидиЯ, основное ЗагрЯЗнение на створке в верхней части фото. В. Крючок глохидиЯ, основное ЗагрЯЗнение в левой части фото. С. Створка, вид иЗнутри. D. Единичные бактерии на створке глохидиЯ, вид иЗнутри (Kunashiria japonica, оЗ. Утиное, о-в Зелёный, Курильские о-ва). E. Гифы гриба на створке глохидиЯ, вид на наружную пору (Beringiana beringiana, оЗ. АЗабачье, Камчатка). МасШтаб 50 мкм (А, C), 10 мкм (В, D), 1 мкм (Е). Микроскопы Zeiss MERLIN (А, B, C, E), Zeiss EVO 40 (D), напыление хромом (А–С), Золотом (D), углеродом (Е). FIG. 5. Contamination of the SEM ready-made samples during long-term storage under unsealed conditions (A–C) or during storage the samples that have passed the maceration procedure without subsequent disinfection (D, E). A–C. Bacteria on the glochidia surface (Nodularia douglasiae, Ilistaya River, Khanka Lake basin, Primorsky Krai). A. Glochidium with the main pollution on the valve in the upper part of the photo. B. Hook with the main pollution on the left side of the photo. C. Interior valve. D. Bacteria on the interior valve (Kunashiria japonica, Utinoe Lake, Zeliony Island, Kuril Islands). E. Fungal hyphae on the pore of exterior valve (Beringiana beringiana, Azabachye Lake, Kamchatka). Scale bars 50 μm (A, C), 10 μm (B, D), 1 μm (E). Zeiss MERLIN (A, B, C, E) and Zeiss EVO 40 (D) microscopes, sputter coating with chromium (A–C), gold (D), and carbon (E). in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе

РИС. 5. ЗагрЯЗнение готовых обраЗцов длЯ СЭМ при длительном хранении в негерметичных условиЯх (A–C) либо при хранении проШедШих процедуру мацерированиЯ беЗ последуюЩего обеЗЗараживаниЯ (D, E). A–С. Бактерии на поверхности глохидиев (Nodularia douglasiae, р. ИлистаЯ, бассейн оЗ. Ханка, Приморский кр.). А. ВнеШний вид глохидиЯ, основное ЗагрЯЗнение на створке в верхней части фото. В. Крючок глохидиЯ, основное ЗагрЯЗнение в левой части фото. С. Створка, вид иЗнутри. D. Единичные бактерии на створке глохидиЯ, вид иЗнутри (Kunashiria japonica, оЗ. Утиное, о-в Зелёный, Курильские о-ва). E. Гифы гриба на створке глохидиЯ, вид на наружную пору (Beringiana beringiana, оЗ. АЗабачье, Камчатка). МасШтаб 50 мкм (А, C), 10 мкм (В, D), 1 мкм (Е). Микроскопы Zeiss MERLIN (А, B, C, E), Zeiss EVO 40 (D), напыление хромом (А–С), Золотом (D), углеродом (Е). FIG. 5. Contamination of the SEM ready-made samples during long-term storage under unsealed conditions (A–C) or during storage the samples that have passed the maceration procedure without subsequent disinfection (D, E). A–C. Bacteria on the glochidia surface (Nodularia douglasiae, Ilistaya River, Khanka Lake basin, Primorsky Krai). A. Glochidium with the main pollution on the valve in the upper part of the photo. B. Hook with the main pollution on the left side of the photo. C. Interior valve. D. Bacteria on the interior valve (Kunashiria japonica, Utinoe Lake, Zeliony Island, Kuril Islands). E. Fungal hyphae on the pore of exterior valve (Beringiana beringiana, Azabachye Lake, Kamchatka). Scale bars 50 μm (A, C), 10 μm (B, D), 1 μm (E). Zeiss MERLIN (A, B, C, E) and Zeiss EVO 40 (D) microscopes, sputter coating with chromium (A–C), gold (D), and carbon (E).

Рис. 3. Микроскульптура наружной поверхности глохидиальных створок Nodularia amurensis (А – р. РаЗдольнаЯ; B – р. Амур, Б. Уссурийский остров) и Middendorffinaia sujfunensis (С): A – участок створки ниже аддуктора; B – центральнаЯ часть створки (район аддуктора); C – у лигамента. СканируюЩаЯ ЭлектроннаЯ микроскопиЯ. МасШтаб 2 мкм. in Morphology of glochidia of the freshwater mussels Nodularia amurensis and Middendorffinaia sujfunensis (Bivalvia: Unionidae: Nodulariinae) from the Russian Far East

Рис. 3. Микроскульптура наружной поверхности глохидиальных створок Nodularia amurensis (А – р. РаЗдольнаЯ; B – р. Амур, Б. Уссурийский остров) и Middendorffinaia sujfunensis (С): A – участок створки ниже аддуктора; B – центральнаЯ часть створки (район аддуктора); C – у лигамента. СканируюЩаЯ ЭлектроннаЯ микроскопиЯ. МасШтаб 2 мкм.

Рис. 4. Микроскульптура наружной поверхности глохидиальных створок перловиц Nodularia biwae (A, D – увеличенный фрагмент) и Lanceolaria grayana (B, C – увеличенный фрагмент) иЗ Японии, о-в Хонсю. СканируюЩаЯ ЭлектроннаЯ микроскопиЯ. МасШтаб 1 мкм (А, В) и 2 мкм (C, D). Fig. 4. Microsculpture of external surface of glochidia of mussels Nodularia biwae (A, D – fragment) and Lanceolaria grayana (B, C – fragment) from Honshu Is., Japan. Scanning electron microscopy. Scale bar 1µm (А, В) and 2 µm (C, D). in Morphology of glochidia of the freshwater mussels Nodularia amurensis and Middendorffinaia sujfunensis (Bivalvia: Unionidae: Nodulariinae) from the Russian Far East

Рис. 4. Микроскульптура наружной поверхности глохидиальных створок перловиц Nodularia biwae (A, D – увеличенный фрагмент) и Lanceolaria grayana (B, C – увеличенный фрагмент) иЗ Японии, о-в Хонсю. СканируюЩаЯ ЭлектроннаЯ микроскопиЯ. МасШтаб 1 мкм (А, В) и 2 мкм (C, D). Fig. 4. Microsculpture of external surface of glochidia of mussels Nodularia biwae (A, D – fragment) and Lanceolaria grayana (B, C – fragment) from Honshu Is., Japan. Scanning electron microscopy. Scale bar 1µm (А, В) and 2 µm (C, D).

Fig. 1 in Morphology of glochidia of the freshwater mussels Nodularia amurensis and Middendorffinaia sujfunensis (Bivalvia: Unionidae: Nodulariinae) from the Russian Far East

Fig. 1. Glochidia of Nodularia amurensis from various view angles: А – Razdolnaya River; B, С – Amur River, Petrovskaya channel; D – Amur River, B. Ussuriysky Island. Abbreviations: lig – ligament; v.a – ventral angle; l.th – larval thread; v – valve of open glochidial shell. Scanning electron microscopy. Scale bar 2 µm.

Fig. 2 in Morphology of glochidia of the freshwater mussels Nodularia amurensis and Middendorffinaia sujfunensis (Bivalvia: Unionidae: Nodulariinae) from the Russian Far East

Fig. 2. Glochidia of Middendorffinaia sujfunensis from various view angles. Abbreviations: lig – ligament; v.a – ventral angle; l.th – larval thread; v – valve of open glochidial shell. Scanning electron microscopy. Scale bar: 2 µm.

Рис. 2. Глохидии Middendorffinaia sujfunensis с раЗных ракурсов. ОбоЗначениЯ: lig – лигамент; v.a – вентральный угол; l.th – личиночнаЯ нить; v – створка открытой глохидиальной раковины. СканируюЩаЯ ЭлектроннаЯ микроскопиЯ. МасШтаб 2 мкм. in Morphology of glochidia of the freshwater mussels Nodularia amurensis and Middendorffinaia sujfunensis (Bivalvia: Unionidae: Nodulariinae) from the Russian Far East

Рис. 2. Глохидии Middendorffinaia sujfunensis с раЗных ракурсов. ОбоЗначениЯ: lig – лигамент; v.a – вентральный угол; l.th – личиночнаЯ нить; v – створка открытой глохидиальной раковины. СканируюЩаЯ ЭлектроннаЯ микроскопиЯ. МасШтаб 2 мкм.

Fig. 3 in Morphology of glochidia of the freshwater mussels Nodularia amurensis and Middendorffinaia sujfunensis (Bivalvia: Unionidae: Nodulariinae) from the Russian Far East

Fig. 3. Microsculpture of external surface of glochidia of Nodularia amurensis (А – Razdolnaya River; B – Amur River, B. Ussuriysky Island) and Middendorffinaia sujfunensis (С): A – part of valve down the adductor; B – cenral part of valve (adductor); C – near ligament. Scanning electron microscopy. Scale bar 2 µm.

Рис. 1. Глохидии Nodularia amurensis с раЗных ракурсов: А – р. РаЗдольнаЯ; B, С – р. Амур, ПетровскаЯ протока; D – р. Амур, Б. Уссурийский остров. ОбоЗначениЯ: lig – лигамент; v.a – вентральный угол; l.th – личиночнаЯ нить; v – створка открытой глохидиальной раковины. СканируюЩаЯ ЭлектроннаЯ микроскопиЯ. МасШтаб 2 мкм. in Morphology of glochidia of the freshwater mussels Nodularia amurensis and Middendorffinaia sujfunensis (Bivalvia: Unionidae: Nodulariinae) from the Russian Far East

Рис. 1. Глохидии Nodularia amurensis с раЗных ракурсов: А – р. РаЗдольнаЯ; B, С – р. Амур, ПетровскаЯ протока; D – р. Амур, Б. Уссурийский остров. ОбоЗначениЯ: lig – лигамент; v.a – вентральный угол; l.th – личиночнаЯ нить; v – створка открытой глохидиальной раковины. СканируюЩаЯ ЭлектроннаЯ микроскопиЯ. МасШтаб 2 мкм.

opencc-by-4.0Dec 2016View details →

Fig. 2 in Data on ultra-sculpture of glochidia of Cristaria tuberculata (Unionidae: Anodontinae) from the Khanka Lake (Russian Far East)

Fig. 2. Glochidial hooks and spines of Cristaria tuberculata: A – frontal view; B – lateral view; C, D – macrospines. Scale bar: 12.5 µm (A); 10 µm (B, C); 6.66 µm (D).

Figure 4. A cove with shallow water near Ponte Porton with 14 in Populations of Microcondylaea bonellii (Férussac 1827), Unionidae - an european freshwater mussel at rapid decline - and Unio mancus in Istria, Croatia

Figure 4. A cove with shallow water near Ponte Porton with 14 individuals of Microcondylaea bonellii (26.9.2009).

Figure 3 in Populations of Microcondylaea bonellii (Férussac 1827), Unionidae - an european freshwater mussel at rapid decline - and Unio mancus in Istria, Croatia

Figure 3. Numbers of shells of Unio mancus (blue) and Microcondylaea bonelli at the different sites (red).

Fig. 2 and 3 in Populations of Microcondylaea bonellii (Férussac 1827), Unionidae - an european freshwater mussel at rapid decline - and Unio mancus in Istria, Croatia

Fig. 2 and 3 give the results of my surveys in river Mirna in 2009 to 2016. In the upper part of the river from the city of Buzet to the confluence with Butoniga the artificially straightened riverbed is dominated by coarse gravel and shows ± rapid current. Although Microcondylaea was recorded from this part of the river near Istarske Teplice (Fischer 1999) no shells or living specimens were found actually. Populations of Unio mancus were mainly found in tributaries like Bračana and drenches, less frequently in the riverbed of upper Mirna. Between 2009 and 2016 the Mirna-riverbed was reconstructed in several places, eroded banks with coves and fine sand substrate were replaced by blocks of stone and the riverbed straightened again. Thus many suitable habitats and eventually existing mussels-populations were destroyed, so much the worse as heavy machines were driving in the riverbed over many weeks for the construction works and mobilized the substrate, which led to high accumulations of fine sediment in the lower part of the river, especially in parts with low current and coves which were inhabited by Microcondylaea.

Figure 1 in Populations of Microcondylaea bonellii (Férussac 1827), Unionidae - an european freshwater mussel at rapid decline - and Unio mancus in Istria, Croatia

Figure 1. Map of known living populations of Microcondylaea bonelli in Slovenia (grey) and Italy (yellow) from http://art17.eionet.europa.eu/article17/reports2012/species/summary/. Populations in Croatia (red) added by the author.

Fig. 12 in Pathobiology and first report of larval nematodes (Ascaridomorpha sp.) infecting freshwater mussels (Villosa nebulosa, Unionidae), including an inventory of nematode infections in freshwater and marine bivalves

Fig. 12. Second-stage larva of Ascaridomorpha sp. (Nematoda) infecting Villosa nebulosa, in lateral view. Posterior end of body showing anus (a), rectal glands (rg).

Fig. 7 in Pathobiology and first report of larval nematodes (Ascaridomorpha sp.) infecting freshwater mussels (Villosa nebulosa, Unionidae), including an inventory of nematode infections in freshwater and marine bivalves

Fig. 7. Uninfected intestine of Villosa nebulosa showing ciliated columnar epithelium (ce), and connective tissue (ct).

Fig. 2 in Pathobiology and first report of larval nematodes (Ascaridomorpha sp.) infecting freshwater mussels (Villosa nebulosa, Unionidae), including an inventory of nematode infections in freshwater and marine bivalves

Fig. 2. Ventral portion of infected foot of Villosa nebulosa showing a nematode infection (ne), myofibers (mf), basophilic granulocytes (bg), and pedal epithelium (pe).

Fig. 10 in Pathobiology and first report of larval nematodes (Ascaridomorpha sp.) infecting freshwater mussels (Villosa nebulosa, Unionidae), including an inventory of nematode infections in freshwater and marine bivalves

Fig. 10. Second-stage larva of Ascaridomorpha sp. (Nematoda) infecting Villosa nebulosa, in lateral view. Anterior end of body showing lips (l), pharynx (p), and esophagus (es).

Fig. 1 in Pathobiology and first report of larval nematodes (Ascaridomorpha sp.) infecting freshwater mussels (Villosa nebulosa, Unionidae), including an inventory of nematode infections in freshwater and marine bivalves

Fig. 1. Ventral portion of an uninfected foot of Villosa nebulosa showing myofibers (mf), basophilic granulocytes (bg), and pedal epithelium (pe).

Fig. 13 in Pathobiology and first report of larval nematodes (Ascaridomorpha sp.) infecting freshwater mussels (Villosa nebulosa, Unionidae), including an inventory of nematode infections in freshwater and marine bivalves

Fig. 13. Phylogenetic interrelationships of nematodes (Cosmocercoidea, Seuratoidea) based on sequences of the 18S rDNA, generated from Bayesian inference. Nodal supports were estimated by Bayesian posterior probability (BPP) after running the Markov chain Monte Carlo (2 runs 4 chains, 4 × 106 generations, sampling frequency = 4 × 103, burn-in = 1 × 106). Sequence obtained in the present study is in bold.