Find research datasets worth reusing
Search datasets from major research repositories and use ShareScore to quickly assess how well each record supports discovery, access, and reuse.
9,882
datasets available to search
ShareScore release 0.9.0
Dataset results
9,882 results for “scales”
Рис. 1. Створки глохидиев Colletopterum piscinale: А – вид снаружи, оЗ. ШакШинское; B – вид иЗнутри, оЗ. Новомихайловское. МасШтабные линейки 50 мкм. Fig. 1. Valves of glochidia of Colletopterum piscinale: A – exterior view, Lake Shakshinskoye; B – interior view, Lake Novomikhailovskoye. Scale bars –50 µm. in Morphology of glochidia of the anodontine bivalves of the genus Colletopterum (Unionidae) inhabiting water basins of Khakasia Republic and Chitinskaya Territory
Рис. 1. Створки глохидиев Colletopterum piscinale: А – вид снаружи, оЗ. ШакШинское; B – вид иЗнутри, оЗ. Новомихайловское. МасШтабные линейки 50 мкм. Fig. 1. Valves of glochidia of Colletopterum piscinale: A – exterior view, Lake Shakshinskoye; B – interior view, Lake Novomikhailovskoye. Scale bars –50 µm.
Рис. 1. Раковины беЗЗубок: А – Beringiana chereshnevi (оЗ. АЗабачье, Камчатка); В – Kunashiria japonica (оЗ. Утиное, о-в Зеленый); С – Kunashiria haconensis (оЗ. Лагунное, о-в КунаШир). МасШтаб 5 см. Fig. 1. Shells of anodontins: А – Beringiana chereshnevi, Azabachie Lake, Kamchatka; В – Kunashiria japonica, Utinoye Lake, Zelionyi Is.; С – Kunashiria haconensis, Lagunnoye Lake, Kunashir Is. Scale bar 5 cm. in Beringiana and Kunashiria (Bivalvia: Unionidae: Anodontinae)
Рис. 1. Раковины беЗЗубок: А – Beringiana chereshnevi (оЗ. АЗабачье, Камчатка); В – Kunashiria japonica (оЗ. Утиное, о-в Зеленый); С – Kunashiria haconensis (оЗ. Лагунное, о-в КунаШир). МасШтаб 5 см. Fig. 1. Shells of anodontins: А – Beringiana chereshnevi, Azabachie Lake, Kamchatka; В – Kunashiria japonica, Utinoye Lake, Zelionyi Is.; С – Kunashiria haconensis, Lagunnoye Lake, Kunashir Is. Scale bar 5 cm.
Рис. 4. Особенности строениЯ глохидиев Kunashiria japonica (А, B) и K. haconensis (C, D): микроскульптура наружной поверхности створки глохидиЯ в районе аддуктора (А) и у лигамента (C); внутреннЯЯ поверхность глохидиЯ (B, D). МасШтаб 2 мкм (А, C); 4 мкм (B, D). Fig. 4. Structural peculiarities of glochidia of Kunashiria japonica (А, B) and K. haconensis (C, D): microsculpture of the outer surface of glohidium near adductor (А) and ligament (C); inner surface of glochidium (B, D). Scale bar 2 µm (А, C); 4 µm (B, D). in Beringiana and Kunashiria (Bivalvia: Unionidae: Anodontinae)
Рис. 4. Особенности строениЯ глохидиев Kunashiria japonica (А, B) и K. haconensis (C, D): микроскульптура наружной поверхности створки глохидиЯ в районе аддуктора (А) и у лигамента (C); внутреннЯЯ поверхность глохидиЯ (B, D). МасШтаб 2 мкм (А, C); 4 мкм (B, D). Fig. 4. Structural peculiarities of glochidia of Kunashiria japonica (А, B) and K. haconensis (C, D): microsculpture of the outer surface of glohidium near adductor (А) and ligament (C); inner surface of glochidium (B, D). Scale bar 2 µm (А, C); 4 µm (B, D).
Рис. 3. Особенности строениЯ глохидиев Beringiana: А – микроскульптура наружной поверхности створки глохидиЯ B. compressa; B – микроскульптура наружной поверхности створки глохидиЯ B. chereshnevi (оЗ. АЗабачье, Камчатка); C – внутреннЯЯ поверхность глохидиЯ B. chereshnevi (оЗ. Элергытгын, Чукотка). МасШтаб 2 мкм (А, B); 4 мкм (C). Fig. 3. Structural peculiarities of glochidia of Beringiana: А – micro-sculpture of the outer surface of glohidium of B. compressa; B – micro-sculpture of the outer surface of glohidium of B. chereshnevi (Azabachie Lake, Kamchatka); C – inner surface of glochidium of B. chereshnevi (Elergytgyn Lake, Chukotka). Scale bar 2 µm (А, B); 4 µm (C). in Beringiana and Kunashiria (Bivalvia: Unionidae: Anodontinae)
Рис. 3. Особенности строениЯ глохидиев Beringiana: А – микроскульптура наружной поверхности створки глохидиЯ B. compressa; B – микроскульптура наружной поверхности створки глохидиЯ B. chereshnevi (оЗ. АЗабачье, Камчатка); C – внутреннЯЯ поверхность глохидиЯ B. chereshnevi (оЗ. Элергытгын, Чукотка). МасШтаб 2 мкм (А, B); 4 мкм (C). Fig. 3. Structural peculiarities of glochidia of Beringiana: А – micro-sculpture of the outer surface of glohidium of B. compressa; B – micro-sculpture of the outer surface of glohidium of B. chereshnevi (Azabachie Lake, Kamchatka); C – inner surface of glochidium of B. chereshnevi (Elergytgyn Lake, Chukotka). Scale bar 2 µm (А, B); 4 µm (C).
Рис. 3. Микроскульптура наружной (А, B) и внутренней (C, D) поверхностей глохидиальных створок Colletopterum piscinale, оЗ. ШакШинское. МасШтабные линейки 2 мкм. Fig. 3. Microsculpture of the outer (А, B) and inner (C, D) surfaces of glochidial valves of Colletopterum piscinale, Lake Shakshinskoye. Scale bars – 2 µm. in Morphology of glochidia of the anodontine bivalves of the genus Colletopterum (Unionidae) inhabiting water basins of Khakasia Republic and Chitinskaya Territory
Рис. 3. Микроскульптура наружной (А, B) и внутренней (C, D) поверхностей глохидиальных створок Colletopterum piscinale, оЗ. ШакШинское. МасШтабные линейки 2 мкм. Fig. 3. Microsculpture of the outer (А, B) and inner (C, D) surfaces of glochidial valves of Colletopterum piscinale, Lake Shakshinskoye. Scale bars – 2 µm.
РИС. 1. ОбЩий вид фиксированных Этанолом глохидиев в световой (А) и сканируюЩий Электронный (В) микроскопы (Amuranodonta kijaensis, бассейн р. Амур, Хинганский Заповедник, АмурскаЯ обл.). МасШтаб 100 мкм. Микроскопы Nikon (А) и Zeiss EVO 40 (B), напыление Золотом FIG. 1. Ethanol-fixed glochidia (Amuranodonta kijaensis, Amur River basin, Khingansky Nature Reserve, Amur Oblast), light (A) and scanning electron (B) microscopes. Scale bar 100 mµ. Light Nikon (A) and scanning electron Zeiss EVO 40 (B) microscopes, sputter coating with gold. in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе
РИС. 1. ОбЩий вид фиксированных Этанолом глохидиев в световой (А) и сканируюЩий Электронный (В) микроскопы (Amuranodonta kijaensis, бассейн р. Амур, Хинганский Заповедник, АмурскаЯ обл.). МасШтаб 100 мкм. Микроскопы Nikon (А) и Zeiss EVO 40 (B), напыление Золотом FIG. 1. Ethanol-fixed glochidia (Amuranodonta kijaensis, Amur River basin, Khingansky Nature Reserve, Amur Oblast), light (A) and scanning electron (B) microscopes. Scale bar 100 mµ. Light Nikon (A) and scanning electron Zeiss EVO 40 (B) microscopes, sputter coating with gold.
РИС. 11. ИЗображениЯ крючков глохидиев при раЗной настройке Яркости и контрастности (Anemina arcaeformis, р. Сита, Хабаровский кр.). А. Оптимальные Яркость и контрастность. В. ИЗбыточнаЯ контрастность. С. ИЗбыточнаЯ Яркость. МасШтаб 20 мкм. Микроскоп Zeiss EVO 40, напыление углеродом. FIG. 11. Imagines of glochidia hooks with different brightness and contrast value (Anemina arcaeformis, Sita River, Khabarovsk Krai). A. Optimal brightness and contrast. B. Excessive contrast. C. Excessive brightness. Scale bars 20 μm. Zeiss EVO 40 microscope, sputter coating with carbon. in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе
РИС. 11. ИЗображениЯ крючков глохидиев при раЗной настройке Яркости и контрастности (Anemina arcaeformis, р. Сита, Хабаровский кр.). А. Оптимальные Яркость и контрастность. В. ИЗбыточнаЯ контрастность. С. ИЗбыточнаЯ Яркость. МасШтаб 20 мкм. Микроскоп Zeiss EVO 40, напыление углеродом. FIG. 11. Imagines of glochidia hooks with different brightness and contrast value (Anemina arcaeformis, Sita River, Khabarovsk Krai). A. Optimal brightness and contrast. B. Excessive contrast. C. Excessive brightness. Scale bars 20 μm. Zeiss EVO 40 microscope, sputter coating with carbon.
РИС. 7. НедостаточнаЯ промывка раковин глохидиев после очиЩениЯ в Щелочи (5% КОН). А, С. «Замыленность» пор наружной поверхности створок (Cristaria tuberculata, оЗ. Ханка, Приморский кр.). B. Остаток Щелочи, выпавШий кристаллами на поверхности личинки (Unio dembeae, р. Дуко, ЭфиопиЯ). D. Капли раствора Щелочи (укаЗаны стрелками) на поверхности Шипов крючка (Nodularia douglasiae, р. Гион, о-в Хонсю, ЯпониЯ). МасШтаб 5 мкм (А, С), 2 мкм (B, D). Микроскоп Zeiss MERLIN, напыление углеродом (А, В), хромом (С, D). FIG. 7. Insufficient rinsing of glochidia after cleaning in alkali (5% KOH). A, C. «Blurredness» of the exterior valve pores (Cristaria tuberculata, Khanka Lake, Primorsky Krai). B. Precipitation of alkali crystals on the exterior glochidia surface (Unio dembeae, Duko River, Ethiopia). D. Drops of alkali (indicated by arrows) on the hook spines (Nodularia douglasiae, Gion River, Honshu Island, Japan). Scale bars 5 μm (A, C), 2 μm (B, D). Zeiss MERLIN microscope, sputter coating with carbon (A, B) and chromium (C, D). in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе
РИС. 7. НедостаточнаЯ промывка раковин глохидиев после очиЩениЯ в Щелочи (5% КОН). А, С. «Замыленность» пор наружной поверхности створок (Cristaria tuberculata, оЗ. Ханка, Приморский кр.). B. Остаток Щелочи, выпавШий кристаллами на поверхности личинки (Unio dembeae, р. Дуко, ЭфиопиЯ). D. Капли раствора Щелочи (укаЗаны стрелками) на поверхности Шипов крючка (Nodularia douglasiae, р. Гион, о-в Хонсю, ЯпониЯ). МасШтаб 5 мкм (А, С), 2 мкм (B, D). Микроскоп Zeiss MERLIN, напыление углеродом (А, В), хромом (С, D). FIG. 7. Insufficient rinsing of glochidia after cleaning in alkali (5% KOH). A, C. «Blurredness» of the exterior valve pores (Cristaria tuberculata, Khanka Lake, Primorsky Krai). B. Precipitation of alkali crystals on the exterior glochidia surface (Unio dembeae, Duko River, Ethiopia). D. Drops of alkali (indicated by arrows) on the hook spines (Nodularia douglasiae, Gion River, Honshu Island, Japan). Scale bars 5 μm (A, C), 2 μm (B, D). Zeiss MERLIN microscope, sputter coating with carbon (A, B) and chromium (C, D).
РИС. 9. ВнеШний вид раковин глохидиев (Sinanodonta woodiana, р. Одра, ПольШа), очиЩенных с помоЩью Щелочи (5% KOH). A. Темные пЯтна на поверхности, свидетельствуюЩие о недостаточной промывке после Щелочи. B. ХороШо очиЩеннаЯ и правильно промытаЯ раковина. МасШтаб 50 мкм. Микроскоп Zeiss EVO 40, напыление Золотом. FIG. 9. Glochidia shells (Sinanodonta woodiana, Odra River, Poland) cleaned in alkali (5% KOH). A. Dark spots on the shell surface, indicating insufficient rinsing after alkali. B. Properly cleaned and rinsed shell. Scale bars 50 μm. Zeiss EVO 40 microscope, sputter coating with gold. in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе
РИС. 9. ВнеШний вид раковин глохидиев (Sinanodonta woodiana, р. Одра, ПольШа), очиЩенных с помоЩью Щелочи (5% KOH). A. Темные пЯтна на поверхности, свидетельствуюЩие о недостаточной промывке после Щелочи. B. ХороШо очиЩеннаЯ и правильно промытаЯ раковина. МасШтаб 50 мкм. Микроскоп Zeiss EVO 40, напыление Золотом. FIG. 9. Glochidia shells (Sinanodonta woodiana, Odra River, Poland) cleaned in alkali (5% KOH). A. Dark spots on the shell surface, indicating insufficient rinsing after alkali. B. Properly cleaned and rinsed shell. Scale bars 50 μm. Zeiss EVO 40 microscope, sputter coating with gold.
РИС. 10. НаружнаЯ микроскульптура раковин глохидиев при напылении раЗными материалами. А. Углеродом (Kunashiria haconensis, оЗ. Песчаное, о-в КунаШир, Курильские о-ва). В. Хромом (Kunashiria haconensis, оЗ. Песчаное, о-в КунаШир, Курильские о-ва). C. Хромом (Anodonta cygnea, оЗ. Хамржицкое, ПольШа). D. Золотом (Anodonta cygnea, оЗ. Хамржицкое, ПольШа). МасШтабнаЯ линейка 2 мкм. Микроскопы Zeiss EVO 40 (А, С), Zeiss MERLIN (В, D). FIG. 10. External glochidia microsculpture with different material coating. A. Carbon coated (Kunashiria haconensis, Peschanoe Lake, Kunashir Island, Kuril Islands). B. Chromium coated (Kunashiria haconensis, Peschanoe Lake, Kunashir Island, Kuril Islands). C. Chromium coated (Anodonta cygnea, Khamrzhitskoe Lake, Poland). D. Gold coated (Anodonta cygnea, Khamrzhitskoe Lake, Poland). Scale bars 2 μm. Zeiss EVO 40 (A, C) and Zeiss MERLIN (B, D) microscopes. in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе
РИС. 10. НаружнаЯ микроскульптура раковин глохидиев при напылении раЗными материалами. А. Углеродом (Kunashiria haconensis, оЗ. Песчаное, о-в КунаШир, Курильские о-ва). В. Хромом (Kunashiria haconensis, оЗ. Песчаное, о-в КунаШир, Курильские о-ва). C. Хромом (Anodonta cygnea, оЗ. Хамржицкое, ПольШа). D. Золотом (Anodonta cygnea, оЗ. Хамржицкое, ПольШа). МасШтабнаЯ линейка 2 мкм. Микроскопы Zeiss EVO 40 (А, С), Zeiss MERLIN (В, D). FIG. 10. External glochidia microsculpture with different material coating. A. Carbon coated (Kunashiria haconensis, Peschanoe Lake, Kunashir Island, Kuril Islands). B. Chromium coated (Kunashiria haconensis, Peschanoe Lake, Kunashir Island, Kuril Islands). C. Chromium coated (Anodonta cygnea, Khamrzhitskoe Lake, Poland). D. Gold coated (Anodonta cygnea, Khamrzhitskoe Lake, Poland). Scale bars 2 μm. Zeiss EVO 40 (A, C) and Zeiss MERLIN (B, D) microscopes.
РИС. 4. НаружнаЯ микроскульптура глохидиев при раЗных условиЯх очистки раковин (Inversiunio yanagawensis, р. Гион, о-в Хонсю, ЯпониЯ) в растворе Щелочи. А. НеповрежденнаЯ микроскульптура. B. ПоврежденнаЯ при передержке в растворе Щелочи. МасШтаб 2 мкм. Микроскопы Zeiss MERLIN (А), Zeiss EVO 40 (В), напыление хромом (А), Золотом (В). FIG. 4. Exterior valve microsculpture under different conditions of cleaning in alkali (Inversiunio yanagawensis, Gion River, Honshu Island, Japan). A. Undamaged microsculpture. B. Damaged microsculpture by excessive treatment in alkali. Scale bars 2 μm. Zeiss MERLIN (A) and Zeiss EVO 40 (B) microscopes, sputter coating with chromium (A) and gold (B). in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе
РИС. 4. НаружнаЯ микроскульптура глохидиев при раЗных условиЯх очистки раковин (Inversiunio yanagawensis, р. Гион, о-в Хонсю, ЯпониЯ) в растворе Щелочи. А. НеповрежденнаЯ микроскульптура. B. ПоврежденнаЯ при передержке в растворе Щелочи. МасШтаб 2 мкм. Микроскопы Zeiss MERLIN (А), Zeiss EVO 40 (В), напыление хромом (А), Золотом (В). FIG. 4. Exterior valve microsculpture under different conditions of cleaning in alkali (Inversiunio yanagawensis, Gion River, Honshu Island, Japan). A. Undamaged microsculpture. B. Damaged microsculpture by excessive treatment in alkali. Scale bars 2 μm. Zeiss MERLIN (A) and Zeiss EVO 40 (B) microscopes, sputter coating with chromium (A) and gold (B).
РИС. 8. Примеры проблем с иЗображением при работе на СЭМ. А, В. Засветка раЗличных частей раковин глохидиев (А. Anodonta anatina (=Colletopterum), оЗ. Красное, ХакасиЯ. В. Inversiunio reinianus, оЗ. Бива, о-в Хонсю, ЯпониЯ). C. РаЗнаЯ скорость сканированиЯ (слева – очень быстраЯ, справа – медленнаЯ) наружной поверхности глохидиЯ (Anodonta cygnea, р. Ялма, МосковскаЯ обл.). D. Артефакты в виде гориЗонтальных полос вследствие накоплениЯ отрицательного ЗарЯда при недостаточном напылении внутренней поверхности глохидиЯ (Nodularia douglasiae, ПетровскаЯ протока, бассейн р. Амур, Хабаровский кр.). МасШтаб 50 мкм (А, В), 2 мкм (С), 5 мкм (D). Микроскопы Zeiss EVO 40 (А, С, D), Zeiss MERLIN (В), напыление углеродом (А, С), хромом (В, D). FIG. 8. Illustration of different problems with SEM images. A, B. Overall illumination of some glochidia shells parts (A. Anodonta anatina (= Colletopterum), Krasnoe Lake, Khakassia. B. Inversiunio reinianus, Biwa Lake, Honshu Island, Japan). C. Different scanning speed (faster on the left and slower on the right) of the exterior glochidia valve (Anodonta cygnea, Yalma River, Moscow Oblast). D. Artifacts as horizontal stripes because of additional accumulation of a negative charge due to insufficient coating of the interior glochidia valve (Nodularia douglasiae, Petrovskaya channel, Amur River basin, Khabarovsk Krai). Scale bars 50 μm (A, B), 2 μm (C), 5 μm (D). Zeiss EVO 40 (A, C, D) and Zeiss MERLIN (B) microscopes, sputter coating with carbon (A, C) and chromium (B, D). in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе
РИС. 8. Примеры проблем с иЗображением при работе на СЭМ. А, В. Засветка раЗличных частей раковин глохидиев (А. Anodonta anatina (=Colletopterum), оЗ. Красное, ХакасиЯ. В. Inversiunio reinianus, оЗ. Бива, о-в Хонсю, ЯпониЯ). C. РаЗнаЯ скорость сканированиЯ (слева – очень быстраЯ, справа – медленнаЯ) наружной поверхности глохидиЯ (Anodonta cygnea, р. Ялма, МосковскаЯ обл.). D. Артефакты в виде гориЗонтальных полос вследствие накоплениЯ отрицательного ЗарЯда при недостаточном напылении внутренней поверхности глохидиЯ (Nodularia douglasiae, ПетровскаЯ протока, бассейн р. Амур, Хабаровский кр.). МасШтаб 50 мкм (А, В), 2 мкм (С), 5 мкм (D). Микроскопы Zeiss EVO 40 (А, С, D), Zeiss MERLIN (В), напыление углеродом (А, С), хромом (В, D). FIG. 8. Illustration of different problems with SEM images. A, B. Overall illumination of some glochidia shells parts (A. Anodonta anatina (= Colletopterum), Krasnoe Lake, Khakassia. B. Inversiunio reinianus, Biwa Lake, Honshu Island, Japan). C. Different scanning speed (faster on the left and slower on the right) of the exterior glochidia valve (Anodonta cygnea, Yalma River, Moscow Oblast). D. Artifacts as horizontal stripes because of additional accumulation of a negative charge due to insufficient coating of the interior glochidia valve (Nodularia douglasiae, Petrovskaya channel, Amur River basin, Khabarovsk Krai). Scale bars 50 μm (A, B), 2 μm (C), 5 μm (D). Zeiss EVO 40 (A, C, D) and Zeiss MERLIN (B) microscopes, sputter coating with carbon (A, C) and chromium (B, D).
РИС. 5. ЗагрЯЗнение готовых обраЗцов длЯ СЭМ при длительном хранении в негерметичных условиЯх (A–C) либо при хранении проШедШих процедуру мацерированиЯ беЗ последуюЩего обеЗЗараживаниЯ (D, E). A–С. Бактерии на поверхности глохидиев (Nodularia douglasiae, р. ИлистаЯ, бассейн оЗ. Ханка, Приморский кр.). А. ВнеШний вид глохидиЯ, основное ЗагрЯЗнение на створке в верхней части фото. В. Крючок глохидиЯ, основное ЗагрЯЗнение в левой части фото. С. Створка, вид иЗнутри. D. Единичные бактерии на створке глохидиЯ, вид иЗнутри (Kunashiria japonica, оЗ. Утиное, о-в Зелёный, Курильские о-ва). E. Гифы гриба на створке глохидиЯ, вид на наружную пору (Beringiana beringiana, оЗ. АЗабачье, Камчатка). МасШтаб 50 мкм (А, C), 10 мкм (В, D), 1 мкм (Е). Микроскопы Zeiss MERLIN (А, B, C, E), Zeiss EVO 40 (D), напыление хромом (А–С), Золотом (D), углеродом (Е). FIG. 5. Contamination of the SEM ready-made samples during long-term storage under unsealed conditions (A–C) or during storage the samples that have passed the maceration procedure without subsequent disinfection (D, E). A–C. Bacteria on the glochidia surface (Nodularia douglasiae, Ilistaya River, Khanka Lake basin, Primorsky Krai). A. Glochidium with the main pollution on the valve in the upper part of the photo. B. Hook with the main pollution on the left side of the photo. C. Interior valve. D. Bacteria on the interior valve (Kunashiria japonica, Utinoe Lake, Zeliony Island, Kuril Islands). E. Fungal hyphae on the pore of exterior valve (Beringiana beringiana, Azabachye Lake, Kamchatka). Scale bars 50 μm (A, C), 10 μm (B, D), 1 μm (E). Zeiss MERLIN (A, B, C, E) and Zeiss EVO 40 (D) microscopes, sputter coating with chromium (A–C), gold (D), and carbon (E). in Методика подготовки раковин глохидиев (Bivalvia, Unionidae) длЯ работы на сканируюЩем Электронном микроскопе
РИС. 5. ЗагрЯЗнение готовых обраЗцов длЯ СЭМ при длительном хранении в негерметичных условиЯх (A–C) либо при хранении проШедШих процедуру мацерированиЯ беЗ последуюЩего обеЗЗараживаниЯ (D, E). A–С. Бактерии на поверхности глохидиев (Nodularia douglasiae, р. ИлистаЯ, бассейн оЗ. Ханка, Приморский кр.). А. ВнеШний вид глохидиЯ, основное ЗагрЯЗнение на створке в верхней части фото. В. Крючок глохидиЯ, основное ЗагрЯЗнение в левой части фото. С. Створка, вид иЗнутри. D. Единичные бактерии на створке глохидиЯ, вид иЗнутри (Kunashiria japonica, оЗ. Утиное, о-в Зелёный, Курильские о-ва). E. Гифы гриба на створке глохидиЯ, вид на наружную пору (Beringiana beringiana, оЗ. АЗабачье, Камчатка). МасШтаб 50 мкм (А, C), 10 мкм (В, D), 1 мкм (Е). Микроскопы Zeiss MERLIN (А, B, C, E), Zeiss EVO 40 (D), напыление хромом (А–С), Золотом (D), углеродом (Е). FIG. 5. Contamination of the SEM ready-made samples during long-term storage under unsealed conditions (A–C) or during storage the samples that have passed the maceration procedure without subsequent disinfection (D, E). A–C. Bacteria on the glochidia surface (Nodularia douglasiae, Ilistaya River, Khanka Lake basin, Primorsky Krai). A. Glochidium with the main pollution on the valve in the upper part of the photo. B. Hook with the main pollution on the left side of the photo. C. Interior valve. D. Bacteria on the interior valve (Kunashiria japonica, Utinoe Lake, Zeliony Island, Kuril Islands). E. Fungal hyphae on the pore of exterior valve (Beringiana beringiana, Azabachye Lake, Kamchatka). Scale bars 50 μm (A, C), 10 μm (B, D), 1 μm (E). Zeiss MERLIN (A, B, C, E) and Zeiss EVO 40 (D) microscopes, sputter coating with chromium (A–C), gold (D), and carbon (E).
High-Speed Video Recordings of Wheel-Rail Traction Enhancement Using a Full-Scale Testing Platform - Sander Position & Angle Aimed at Nip & Wheel
<p>A database of 5 high-speed video recordings of rail-sanding process using a full-scale testing platform is provided in this data note. The videos are recorded for various case studies, namely different positioning of the sander nozzle aiming at the rail, nip, and wheel with various angles, and different materials used as rail-sand. The particle velocities can be extracted from these high-speed videos using particle image velocimetry software. The spread angle of the particles as they flow out of the nozzle can also be measured with the use of image processing software. The data extracted from these high-speed recording can be utilised for calibration, validation, and verification of experimental and numerical set-ups, as well as for training artificial intelligence models.</p>
High-Speed Video Recordings of Wheel-Rail Traction Enhancement Using a Full-Scale Testing Platform - Sander Position & Angle Aimed at Rail
<p>A database of 4 high-speed video recordings of rail-sanding process using a full-scale testing platform is provided in this data note. The videos are recorded for various case studies, namely different positioning of the sander nozzle aiming at the rail, nip, and wheel with various angles, and different materials used as rail-sand. The particle velocities can be extracted from these high-speed videos using particle image velocimetry software. The spread angle of the particles as they flow out of the nozzle can also be measured with the use of image processing software. The data extracted from these high-speed recording can be utilised for calibration, validation, and verification of experimental and numerical set-ups, as well as for training artificial intelligence models.</p>
Widespread Error Detection in Large Scale Continuous Integration Systems
<p>Dataset of 5000 json documents describing verification process of <a href="https://github.com/facebook/react">React</a> project collected between 2023 and 2024. Errors recorded in this dataset were used in the presentation at CCIW workshop.</p> <p><strong>Abstract: </strong>Continuous Integration systems are widely used in the software industry to validate and integrate code changes into central repositories. Their effectiveness can be impacted by non-deterministic tests which can fail in the absence of any regression. Integration tests which depend on external services are particularly prone to this problem. We present a system which allows us to reduce the impact of non-deterministic failures by detecting widespread errors. The key assumption, which works well in practice, is that developers tend not to make identical mistakes simultaneously. If we observe a widespread error, it strongly suggests there is a problem with upstream services and not with the code change being evaluated. The detection algorithm consists of three main phases. First, the error text gets extracted from logs using predefined heuristics or automated methods. Then, this text gets fuzzy matched against a database of recently observed errors. Finally, statistics get checked to determine if they meet the criteria for a widespread error. When an error meets the criteria it either gets demoted to a warning or it gets enriched with information about an ongoing incident.</p>
Adaptive Behavior of Farmers Under Consecutive Droughts Results In More Vulnerable Farmers: A Large-Scale Agent-Based Modeling Analysis in the Bhima Basin, India
Open the record for dataset details and reuse information.
Рис. 3. Bolbolaimus brevis sp. nov., самец (А, Б, Δ) и самка (В, Г). А — гоΛова; Б — переΑний конец теΛа; В, Δ — хвост; Г — теΛо в обΛасти вуΛьвы. Масштаб: А — 7 мкм; Б, Г, Δ — 20 мкм; В — 30 мкм Fig. 3. Bolbolaimus brevis sp. nov., male (А, Б, Δ) and female (В, Г). А – head; Б – anterior body end; В, Δ – tail; Г – vulva region. Scale bars: А – 7 µm; Б, Г, Δ – 20 µm; В – 30 µm in Description Of Two New Nematoda Species Of The Genus Cobb, 1920 (Nematoda, Desmodorida) From Littoral Of Soutch China Sea At Coast Of Vietnam
Рис. 3. Bolbolaimus brevis sp. nov., самец (А, Б, Δ) и самка (В, Г). А — гоΛова; Б — переΑний конец теΛа; В, Δ — хвост; Г — теΛо в обΛасти вуΛьвы. Масштаб: А — 7 мкм; Б, Г, Δ — 20 мкм; В — 30 мкм Fig. 3. Bolbolaimus brevis sp. nov., male (А, Б, Δ) and female (В, Г). А – head; Б – anterior body end; В, Δ – tail; Г – vulva region. Scale bars: А – 7 µm; Б, Г, Δ – 20 µm; В – 30 µm
Рис. 2. Фотографии Bolbolaimus parvus sp. nov., самец (А, В, Δ, Е, Ж, К, Α) и самка (Б, Г, З, И, М). А, Б — общий виΑ; В, Г — переΑний конец теΛа; Δ — теΛо в обΛасти базаΛьного буΛьбуса; Е, Ж, З — гоΛова; И — теΛо в обΛасти вуΛьвы; К — теΛо в обΛасти кΛоаки; Α, М — хвост. Масштаб: Б — 100 мкм; А — 50 мкм; В, Α — 20 мкм; Г, И, М — 10 мкм; Δ, Е, Ж, З, К — 5 мкм Fig. 2. Light micrograph of Bolbolaimus parvus sp. nov., male (А, В, Δ, Е, Ж, К, Α) and female (Б, Г, З, И, М). А, Б – general view; В, Г – anterior body end; body in region of basal pharynx bulb; Е, Ж, З – head; И – vulva region; К – cloaca region; Α, М – tail. Scale bars: Б – 100 µm; А – 50 µm; В, Α – 20 µm; Г, И, М – 10 µm; Δ, Е, Ж, З, К – 5 µm in Description Of Two New Nematoda Species Of The Genus Cobb, 1920 (Nematoda, Desmodorida) From Littoral Of Soutch China Sea At Coast Of Vietnam
Рис. 2. Фотографии Bolbolaimus parvus sp. nov., самец (А, В, Δ, Е, Ж, К, Α) и самка (Б, Г, З, И, М). А, Б — общий виΑ; В, Г — переΑний конец теΛа; Δ — теΛо в обΛасти базаΛьного буΛьбуса; Е, Ж, З — гоΛова; И — теΛо в обΛасти вуΛьвы; К — теΛо в обΛасти кΛоаки; Α, М — хвост. Масштаб: Б — 100 мкм; А — 50 мкм; В, Α — 20 мкм; Г, И, М — 10 мкм; Δ, Е, Ж, З, К — 5 мкм Fig. 2. Light micrograph of Bolbolaimus parvus sp. nov., male (А, В, Δ, Е, Ж, К, Α) and female (Б, Г, З, И, М). А, Б – general view; В, Г – anterior body end; body in region of basal pharynx bulb; Е, Ж, З – head; И – vulva region; К – cloaca region; Α, М – tail. Scale bars: Б – 100 µm; А – 50 µm; В, Α – 20 µm; Г, И, М – 10 µm; Δ, Е, Ж, З, К – 5 µm
Рис. 1. Bolbolaimus parvus sp. nov., самец (А, Б, В) и самка (Г, Δ). А — гоΛова; Б — переΑний конец теΛа; В, Δ — хвост; Г — теΛо в обΛасти вуΛьвы. Масштаб: А — 10 мкм; В, Δ — 20 мкм; Б, Г — 30 мкм Fig. 1. Bolbolaimus parvus sp. nov., male (А, Б, В) and female (Г, Δ). А – head; Б – anterior body end; В, Δ – tail; Г – vulva region. Scale bars: А – 10 µm; В, Δ – 20 µm; Б, Г – 30 µm in Description Of Two New Nematoda Species Of The Genus Cobb, 1920 (Nematoda, Desmodorida) From Littoral Of Soutch China Sea At Coast Of Vietnam
Рис. 1. Bolbolaimus parvus sp. nov., самец (А, Б, В) и самка (Г, Δ). А — гоΛова; Б — переΑний конец теΛа; В, Δ — хвост; Г — теΛо в обΛасти вуΛьвы. Масштаб: А — 10 мкм; В, Δ — 20 мкм; Б, Г — 30 мкм Fig. 1. Bolbolaimus parvus sp. nov., male (А, Б, В) and female (Г, Δ). А – head; Б – anterior body end; В, Δ – tail; Г – vulva region. Scale bars: А – 10 µm; В, Δ – 20 µm; Б, Г – 30 µm
ScienceDex guides
Understand access before you commit
These curated guides explain access requirements, typical timelines, costs, and reuse considerations for widely used research datasets.
Allen Brain Atlas
Allen Brain Atlas is an Allen Institute collection of brain map atlases, datasets, APIs, and analysis tools covering mouse, human, and non-human primate brain resources.
Annotated Behaviour and Observability Dataset (ABODe)
ABODe is a University of Edinburgh DataShare dataset for behavior classification in group-housed mice using home-cage video, identities, bounding boxes, ground-plate positions, and annotator labels.
DANDI Archive for NWB datasets
DANDI is a BRAIN Initiative archive for publishing and sharing neurophysiology data, including electrophysiology, optophysiology, and behavioral data packaged as NWB and related standards.
International Brain Laboratory public data
The International Brain Laboratory public data releases expose standardized mouse decision-making experiments, including Neuropixels recordings, widefield calcium imaging, behavior, and session metadata accessed through the ONE API.
OpenNeuro
OpenNeuro is a free, open platform for sharing neuroimaging datasets, with public search, dataset pages, and download paths for web, S3, DataLad, and the OpenNeuro CLI.